Ergebnisse: CD-Spektroskopie

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+	volume = {20},
+	issn = {0006-2960},
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+	author = {Stephen W. Provencher and Juergen Gloeckner},
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 @book{riedel_anorganische_2007,
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bachelorarbeit.tex

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inc/abkuerzungen.tex

@@ -28,7 +28,7 @@
 % \acro{GR}{\textit{GREEN RIPE}}
  \acro{HRP}{\textit{horseradish peroxidase}, Meerrettich-Peroxidase}
  \acro{IDA}{Im\-in\-o\-di\-es\-sig\-säu\-re}
- \acro{IPTG}{Isopropyl-\textbeta-D-thiogalactopyranosid}
+ \acro{IPTG}{Isopropyl-$beta$-D-thiogalactopyranosid}
  \acro{MAP}{\textit{mitogen activated protein}}
  \acro{MCS}{\textit{multiple cloning site}}
  \acro{p. a.}{\textit{pro analysi} (lat.), für die Analyse}

inc/ergebnisse.tex

@@ -105,12 +105,26 @@ Nachdem sich im photometrischen Bindungsassay der kleinste K$_\text{d}$-Wert bei
  \includegraphics[width=0.7\textwidth,keepaspectratio=true]{./img/ergebnisse/fluoreszenz_assay/binding_inset.pdf}
  % spektrum.pdf: 428x377 pixel, 72dpi, 15.10x13.30 cm, bb=0 0 428 377
  \caption[Häminbindung im Fluoreszenz-Assay]{Häminbindung im Fluoreszenz-Assay; Aufgetragen sind die relative Intensität des Fluoreszenzsignals gegen die Häminkonzentration. Letztere wurde aus einer Absorptionsmessung mit Hilfe des Extinktionskoeffizienten ermittelt. Das Inset zeigt eine halblogarithmische Auftragung der Daten.  In beiden Auftragungen zeigt sich das Erreichen der Sättigung.}
- \label{fig:fluoreszenz_spektrum}
+ \label{fig:fluoreszenz_bindung}
 \end{figure}
 \clearpage
 
 \section{\ac{CD}-Spektroskopie}
 \label{sec:ergebnis_cd_spektroskopie}
+Die Daten der \ac{CD}-Spektren von \ac{RTE1} mit und ohne Hämin stammen aus unterschiedlichen Präparationen, da während der Messung von \ac{RTE1} mit Hämin ein Defekt an der Küvette und später am Spektrometer auftrat, so dass die Probe mit \ac{RTE1} ohne Hämin aus derselben Präparation nicht mehr gemessen werden konnte. Zum Vergleich wurden daher Daten aus einer vorangegangenen Messung von \ac{RTE1} ohne Hämin unter identischen Bedingungen herangezogen. Abbildung \ref{fig:cd_spektrum} zeigt beide Spektren nach Abzug der Pufferspektren von den Rohdaten.
+
+\begin{figure}[htbp!]
+ \centering
+ \includegraphics[width=0.7\textwidth,keepaspectratio=true]{./img/ergebnisse/cd_spektroskopie/spektrum.pdf}
+ % spektrum.pdf: 548x427 pixel, 72dpi, 19.33x15.06 cm, bb=0 0 548 427
+ \caption[\ac{CD}-Spektren von gereinigtem \ac{RTE1}]{\ac{CD}-Spektren von gereinigtem \ac{RTE1}; Die Daten stammen von unterschiedlichen Präparationen von \ac{RTE1}. \ac{RTE1} wurde in \SI{50}{\milli\Molar} Kaliumphosphat-Puffer mit \SI{0,003}{\percent} (w/v) Fos-Cholin 16${^\text{\textregistered}}$ gelöst. Die Proteinkonzentration betrug \SI{0,05}{\milli\gram\per\milli\liter}. Die Spektren wurden mit einer Auflösung von \SI{0,5}{\nano\meter} (\ac{RTE1} + Hämin) bzw. \SI{1}{\nano\meter} (\ac{RTE1}) und \SI{20}{\nano\meter\per\minute} aufgenommen. Es wurden jeweils 15 Spektren akkumuliert. Deutlich ist in beiden Fällen ein negativer Cotton-Effekt bei etwa \SI{207}{\nano\meter} zu erkennen, welcher charakteristisch für $\alpha$-helikale Strukturanteile ist. Der $\alpha$-helikale Anteil ist bei Häminzugabe deutlich erhöht. }
+ \label{fig:cd_spektrum}
+\end{figure}
+
+Anhand der \ac{CD}-Spektren wurde eine Sekundärstrukturanalyse mit \textit{CONTINLL} \citep{provencher_estimation_1981} durchgeführt. Sie ergab für \ac{RTE1} ohne Häminzugabe einen Sekundärstrukturanteil von \SI{18}{\percent} $\alpha$-Helix, \SI{30}{\percent} $\beta$-Faltblatt, \SI{22}{\percent} $\beta$-Schleife und \SI{30}{\percent} \textit{Random Coil}. Bei Zugabe von Hämin ergibt die Strukturvorhersage Anteile von \SI{44}{\percent} $\alpha$-Helix, \SI{6}{\percent} $\beta$-Faltblatt, \SI{25}{\percent} $\beta$-Schleife und \SI{25}{\percent} \textit{Random Coil}. Es zeigt sich also ein höherer Anteil von $\alpha$-Helices und ein geringerer Anteil $\beta$-Faltblättern.
+
+
+
 
 
 

inc/material.tex

@@ -565,11 +565,10 @@ Wie beim photometrischen Bindungsnachweis erfolgte die Bestimmung der tatsächli
 
 \subsubsection{\acs{CD}-Spektroskopie}
 \label{sec:nachweis_haemin_bindung_cd}
-Bei der \ac{CD}-Spektroskopie wird die Wechselwirkung von optisch aktiven Substanzen mit zirkular polarisiertem Licht zu analytischen Zwecken ausgenutzt. Eine links- und eine rechtszirkulare Lichwelle überlagern sich hierbei zu linear polarisiertem Licht. Optisch aktive Substanzen weisen für die links- bzw. rechtszirkulare Komponente unterschiedliche Absorptionskoeffizienten \textepsilon$_\text{L}$ und \textepsilon$_\text{R}$, wobei letztlich ihre Differenz $\Delta\varepsilon$ gemessen und als Elliptizität $\theta$ angegeben. $d$ sei die Schichtdicke  und $c$ die Konzentration $c$ angegeben \citep{lottspeich_bioanalytik_2006}:
+Bei der \ac{CD}-Spektroskopie wird die Wechselwirkung von optisch aktiven Substanzen mit zirkular polarisiertem Licht zu analytischen Zwecken ausgenutzt. Eine links- und eine rechtszirkulare Lichwelle überlagern sich hierbei zu linear polarisiertem Licht. Optisch aktive Substanzen weisen für die links- bzw. rechtszirkulare Komponente unterschiedliche Absorptionskoeffizienten  $\epsilon_\text{L}$ und $\epsilon_\text{R}$, wobei letztlich ihre Differenz $\Delta\varepsilon$ gemessen und als Elliptizität $\theta$ angegeben. $d$ sei die Schichtdicke und $c$ die Konzentration $c$ angegeben \citep{lottspeich_bioanalytik_2006}:
 
  \begin{equation}
   \theta (\lambda) = \Delta\varepsilon \cdot c \cdot d
  \end{equation}
 
-Die \ac{CD}-Spektroskopie kann für die Analyse von Proteinsekundärstrukturen eingesetzt werden. Hierbei werden Spektren im Bereich von \SIrange{160}{250}{\nano\meter} aufgenommen. Man macht sich dabei zu Nutze, dass in diesem Bereich die $n \rightarrow \pi^*$ bzw. $\pi \rightarrow \pi^*$-Übergänge der Peptidbindung liegen. Durch ihre Chiralität reagiert das \ac{CD}-Spektrum eines Peptids sehr empfindlich auf Änderungen der Sekundärstruktur \citep{lottspeich_bioanalytik_2006}. Die Messungen erfolgten in CD-Puffer bei einer Proteinkonzentration von \SI{0,5}{\milli\gram\per\milli\liter}.
-
+Die \ac{CD}-Spektroskopie kann für die Analyse von Proteinsekundärstrukturen eingesetzt werden. Hierbei werden Spektren im Bereich von \SIrange{160}{250}{\nano\meter} aufgenommen. Man macht sich dabei zu Nutze, dass in diesem Bereich die $n \rightarrow \pi^*$ bzw. $\pi \rightarrow \pi^*$-Übergänge der Peptidbindung liegen. Durch ihre Chiralität reagiert das \ac{CD}-Spektrum eines Peptids sehr empfindlich auf Änderungen der Sekundärstruktur \citep{lottspeich_bioanalytik_2006}. Die Messungen erfolgten in CD-Puffer bei einer Proteinkonzentration von \SI{0,05}{\milli\gram\per\milli\liter}. Von den Rohdaten wurde das Pufferspektrum abgezogen und unter Berücksichtigung von Konzentration und Molekulargewicht in molaren \ac{CD} ($\Delta\varepsilon$) umgerechnet.